集多重优势于一体的数字PCR实验该如何实施呢？今天呢，我们就一起看一下数字PCR实验的第一步：模板的制备。

  模板制备是数字PCR实验成功的关键一步。模板提取、质量控制、避免污染和保存都是模板制备过程中的重要因素。

  1、清除环境污染大多数Taq聚合酶的敏感性都比较高，一旦存在污染可能会发生外源DNA扩增并影响整个实验。而外界环境中存在多种污染源，因此一定要遵守严格的实验规程并做好清除污染措施。

  ☑   定期使用3%漂白剂溶液和水/乙醇清洁实验室工作台和设备，或根据应用情况使用DNase/RNase；

  2、模板提取数字PCR的DNA和RNA模板提取方法与实验室中各种提取方法是兼容的，包括苯酚氯仿法,各种试剂盒提取方法。

  3、质量控制模板提取之后，我们应该对模板的纯度和质量进行仔细的检测，以保证得到最佳的实验效果。例如分光光度法可以验证提取的DNA溶液的良好吸光度(A260/280)的比例。常用的方法还有PicoGreen荧光染料定量检测、琼脂糖凝胶电泳、毛细管凝胶电泳和3：5分析等，尽可能的避免污染物和潜在抑制剂的存在。

  4、保存提取的DNA模板的存储也是一个重要的监控因素。保存时需要避免核酸降解，如胞嘧啶脱氨和8-Oxo-2-脱氧鸟苷的形成，因为氧化损伤可能会引起在PCR扩增过程中的碱基转位。缓冲液和温度条件对样品的质量也有影响，一般提取的DNA模板用TE溶解并-20℃保存。

  因为GC键很稳定，如果模板包含富含GC的区域可能会引起模板不能完全扩增。因此，为了使模板获得更好的变性，能够尝试在PCR混合物中添加DMSO或甜菜碱。

  与qPCR一样，模板的复杂性可能会影响检测性能，例如质粒和长片段基因组DNA。对DNA片段进行限制性酶切可以平衡模板差异，并防止对目标分子的低估。但要保证扩增子序列中不能有酶切位点，对已经片段化的DNA(例如来自固定、石蜡包埋组织或细胞游离的DNA)进行酶切可能会引起信号丢失。

  通常高分子量的DNA或质粒作为模板可能会影响阴阳性微滴分区，建议在进行数字PCR之前使用化学或酶切办法来进行DNA剪切，而且剪切步骤可以直接在PCR mix中进行。

  在数字PCR实验中，需要对模板浓度进行仔细的检测，以避免浓度过高造成检测结果饱和（全部都是阳性微滴）。当浓度足够高时，常用的方法如荧光法和分光光度法，可用于定量核酸，从而初步预估使用数字PCR的适合测量浓度。有必要注意一下的是，这种方法测量的是组成核酸碱基单位体积的质量。因此，使用测量质量的方法来确定基因组拷贝数，有必要进行相应的换算。当以质量为基础的核酸定量与dPCR结果作比较时，或从任何用于计算分子拷贝数的方法中得出的结果时，必须包括用于计算基因组分子量的清晰描述，以及用于计算该值的方法。

  在数字PCR中，DNA拷贝数的计算只必须了解到被研究基因组的质量，然后应用以下公式即可：反应体积中拷贝数=反应体积DNA质量(ng)/研究基因组质量(ng) 。

  在逆转录酶数字PCR (RT-dPCR)中，RNA转录本需通过一步法或者两步法转化为互补DNA (cDNA)进行使用。在一步法中，逆转录和PCR均在同一分区中按顺序排列。即使每个RNA分子产生多个cDNA拷贝，结果也不会被高估。在两步法中，先进行批量转录，然后对cDNA进行微滴分区，在单独的反应中进行dPCR。逆转录酶的步骤可能是一个主要的错误来源，应在实验设计中考虑。

  通过上述的介绍，大家是不是发现数字PCR的模板制备并没那么复杂呀，感兴趣的小伙伴可以先把模板制备好，然后联系我们，赶紧来体验一下数字PCR的魅力吧。

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